WETERYNARIA

Zygmunt Pejsak
Wydział Medycyny Weterynaryjnej
Uniwersytet Rolniczy w Krakowie

Diagnostyczne badania laboratoryjne – narzędzie nieodzowne w zwalczaniu

zakaźnych i niezakaźnych chorób świń

Diagnostyka laboratoryjna jest niezwykle ważnym i przydatnym w praktyce narzędziem w zwalczaniu chorób zwierząt, w tym chorób świń. Niestety z wielu powodów lekarze weterynarii oraz hodowcy zwierząt w znacznej swojej części nie doceniają znaczenia i przydatności badań laboratoryjnych w rozpoznawaniu przyczyn zachorowań oraz opracowywaniu strategii ich zwalczania. Zarówno w odniesieniu do chorób niezakaźnych, jak i zakaźnych weterynaryjna diagnostyka laboratoryjna jest podstawą ich skutecznego zwalczania.

Należy podkreślić, że badania laboratoryjne mają znaczenie nie tylko w ograniczaniu strat w produkcji zwierzęcej, w tym trzody chlewnej, ale też ze względu na identyfikowanie w wymienionym rezerwuarze chorobotwórczych drobnoustrojów oraz określanie ich lekowrażliwości, co zostanie przedstawione oddzielnie.

Niniejszy artykuł poświęcony zostanie zasadom wykorzystywania badań laboratoryjnych w rozpoznawaniu chorób zakaźnych.

Obserwowany, szczególnie w okresie ostatnich 40 lat ogromny postęp w obszarach: biochemii, bakteriologii, wirusologii, immunologii, biologii molekularnej i genetyki doprowadził do niebywałego postępu w zakresie sprawności metod diagnostycznych (swoistość, czułość) oraz szybkości ich wykonania i kosztochłonności. Aktualnie dysponujemy niezwykle zróżnicowanymi metodami rozpoznawczymi przeznaczonymi do wykrywania patogenów bakteryjnych, wirusowych czy pasożytniczych (tabele: 1, 2 i 3).

Wydaje się, że jedną z przyczyn ciągle ograniczonego w naszym kraju zainteresowania części lekarzy weterynarii praktyków diagnostyką laboratoryjną jest brak stałego dialogu między specjalistami z laboratoriów a praktykami. Ważnymi czynnikami w omawianym zakresie były w przeszłości także: ograniczony zakres usług oferowanych przez niektóre laboratoria, a z drugiej, niepełna wiedza praktyków w zakresie interpretacji wyników badań.

Tabela 1. Wykrywanie patogenów, ich antygenów lub swoistych przeciwciał

Tabela 2. Wykrywanie kwasu nukleinowego czynnika patogennego

Tabela 3. Badania serologiczne – wykrywanie przeciwciał w surowicy

Wykorzystywanie diagnostyki laboratoryjnej

Diagnostyka laboratoryjna jest szczególnie przydatna w rozpoznawaniu chorób i zespołów chorobowych oraz infekcji o etiologii wieloczynnikowej, które aktualnie dominują. Jest ona również istotna w wykrywaniu chorób o przebiegu nietypowym lub podklinicznym.

W przypadku chorób zakaźnych wywołanych wyłącznie przez jeden czynnik etiologiczny, charakteryzujących się ogólnym zakażeniem, czyli posocznicą (septicaemia) przy występowaniu dość często nietypowych objawów klinicznych i zmian sekcyjnych, w pełni trafne i szybkie ich rozpoznanie wymaga wykorzystania określonych laboratoryjnych testów diagnostycznych.

Ważną i najczęściej występującą obecnie u świń grupę chorób, nazywanych zespołami lub syndromami chorobowymi, stanowią infekcje o etiologii wieloczynnikowej. Są to choroby o etiologii charakteryzującej się udziałem kilku drobnoustrojów, spośród których z reguły jeden gatunek inicjuje zachorowanie. Ważną rolę w ujawnianiu się tych chorób odgrywają warunki środowiskowe. Przeprowadzone kilka lat temu w Polsce badania uwidoczniły w sposób pośredni (obecność przeciwciał) lub bezpośredni (izolacja czynnika patogennego), że krajowe stada świń z reguły zainfekowane są co najmniej dwoma różnymi czynnikami patogennymi. W ponad 60% stad stwierdzono jednoczesne występowanie co najmniej 4 różnych patogenów; najczęściej cirkowirusa świń (PCV2), wirusów grypy świń (SIV), Mycoplasma hyopnemumoniae (MhP) i Actinobacillus pleuropneumoniae (App).

Znane są też infekcje, które mają niekiedy przebieg podkliniczny (np. salmonelloza świń). W takich przypadkach badanie laboratoryjne jest wyłączną podstawą identyfikowania i eliminowania tego rodzaju rezerwuarów zakażenia. W efekcie przeciwdziała to szerzeniu się infekcji do stad świń wolnych od tego patogenu.

Metody badań laboratoryjnych, którymi dysponujemy umożliwiają odpowiedź nie tylko na pytanie, czy chlewnia zakażona jest takim czy innym czynnikiem patogennym (badanie jakościowe), ale także na pytanie, jaka jest intensywność zakażania stada (badanie ilościowe) oraz jaka jest lekowrażliwość wykrywanych drobnoustrojów bakteryjnych.

            Diagnostyczne badania ilościowe odgrywają rolę przy wykrywaniu przyczyn zespołów chorobowych wywołanych przez drobnoustroje występujące ubikwitarnie (drobnoustroje wszędobylskie) – np. cirkowirusy świń (PCV2). W tym przypadku o uznaniu PCV2 za przyczynę zachorowań świń decyduje nie sam fakt wykrycia PCV2, ale dowiedzenie obecności dużej ilości tego wirusa w badanych węzłach chłonnych.

Badania serologiczne

Próby diagnostyczne, w których istotnym czynnikiem są przeciwciała swoiste dla czynnika wywołującego chorobę wskazują przede wszystkim na fakt kontaktu zwierzęcia z danym patogenem. Umożliwiają także jakościową ocenę towarzyszącej zakażeniu odpowiedzi immunologicznej, dostarczając informacje niezbędne do wnioskowania o przebiegu infekcji.

            Istnieją dwa rodzaje wyników ilościowych testów serologicznych. Pierwszy, jak seroneutralizacja (SN), wyraża się końcowym rozcieńczeniem lub mianem przeciwciał. W drugim, jak np. test immunoenzymatyczny ELISA, określeniem ilości przeciwciał w badanej próbce (odpowiednika miana surowicy przy zastosowaniu innych testów serologicznych, np. odczynu aglutynacji). Powyższego dokonuje się przez porównanie gęstości optycznej, czyli OD (optical density) surowicy badanej z OD surowicy standardowej (czyli surowicy kontrolnej dodatniej o progowym jednoznacznie dodatnim stężeniu przeciwciał). W tym celu dzieli się wartość OD surowicy badanej, czyli pobranej do badania próbki (S, ang. sample, czyli próbka) przez wartość OD surowicy kontrolnej dodatniej zestawu (P, czyli ang. positive = dodatni). Otrzymana liczba charakteryzująca stosunek S/P określa ilość przeciwciał obecnych w surowicy badanej. Wartości S/P niższe od ustalonej wartości progowej (np. 0,4) uznawane są jako wyniki ujemne. Nie oznacza to, że surowica, dla której w teście ELISA uzyskano wartość S/P niższą niż 0,4 nie zawiera przeciwciał. Mogą być one obecne, jednak ich poziom znajduje się poniżej założonego progu czułości danego testu diagnostycznego.

Wynik badania serologicznego może też zależeć od: dawki zakaźnej, trwania infekcji, przebiegu klinicznego, od tego, czy choroba ma charakter systemowy czy miejscowy lub też stanowi wynik infekcji mieszanej. Pewien wpływ na powyższe może mieć wiek, względnie kondycja zwierzęcia. Na poziom odpowiedzi immunologicznej wpływ może też mieć inna infekcja oraz szczepienie przeciw tej infekcji lub innym chorobom zakaźnym, co łączy się z tzw. negatywną fazą odporności. Należy pamiętać, że tego rodzaju dodatkowe czynniki mogą prowadzić do fałszywie dodatnich lub fałszywie ujemnych wyników serologicznych, co jednak nie dewaluuje wartości badań serologicznych w diagnostyce chorób zakaźnych.

      Istnieją tkwiące w laboratorium przyczyny różnic w wynikach badań serologicznych tej samej próbki surowicy. Odnoszą się do sprawności pracujących wykonawców technicznych, jak również odczytujących wyniki. W grę wchodzi też różna jakość zestawów diagnostycznych, a nawet poszczególnych odczynników.

Trafność prowadzonych badań laboratoryjnych zależy nie tylko od zastosowanej techniki badawczej i prawidłowości wykonania testu, ale także od właściwego pobrania i przekazania do laboratorium materiału do badań. Należy podkreślić, że niezwykle ważne znaczenie odgrywa liczba pobranych i badanych próbek. Dla przykładu mało przydatne, a często wprowadzające w błąd jest badanie serologiczne techniką ELISA próbek pojedynczych. Wspomniany test uznaje się za tak zwany test stadny, a nie test przeznaczonych do badań pojedynczych osobników.

Fałszywe wyniki badań laboratoryjnych

Należy zdawać sobie sprawę, że z różnych powodów w badaniach laboratoryjnych mogą pojawić się wyniki fałszywie dodatnie lub też rezultaty fałszywie ujemne.

Istnieją cztery wzajemnie wykluczające się kategorie wyników:

1. rzeczywiście pozytywne wyniki (dodatnie w teście z próbką od świń rzeczywiście zakażonych),

2. fałszywie negatywne (ujemne w teście z próbką od świń rzeczywiście zakażonych),

3. fałszywie pozytywne (dodatnie w teście z próbką od świń niezakażonych),

4. rzeczywiście negatywne (ujemne w teście z próbką od niezakażonych świń).

Czułość i swoistość metod badawczych

Ważnymi cechami każdego testu diagnostycznego są czułość i swoistość. Inna jest definicja czułości testu wykonywanego w celu rozpoznania choroby zakaźnej oraz dla celów epidemiologicznych, a czułości testu stosowanego w analityce. W pierwszym przypadku chodzi o wykrycie możliwie dużej liczby zwierząt danego stada rzeczywiście pozytywnych. W drugim przypadku, czyli badań analitycznych, określenie „czułość” dotyczy wykrywania za pomocą testu: występującej w próbce najmniejszej liczby bakterii lub najmniejszej ilości DNA, toksyny względnie przeciwciała. Immunologicznie bardziej czuły test (ELISA w porównaniu z SN) wykrywa zatem przeciwciała wcześniej w trakcie procesu infekcyjnego u indywidualnej świni. W diagnozie stada, w którym częstość występowania zwierząt zakażonych jest średnia do wysokiej, a świnie są w różnych stadiach infekcji – potrzeba wysokiej czułości testu nie musi być szczególnie duża dla sformułowania rozpoznania, że w stadzie występują świnie zakażone. Taki wynik odnosi się do wchodzącego w grę stada, a nie wyłącznie do jednego lub kilkunastu zbadanych osobników.

Test polimeryzacji łańcuchowej (PCR) zastosowany do identyfikacji Mycoplasma (M.) hyopneumoniae ma zdolność wykrywania do 400 drobnoustrojów w jednej próbce. Jeżeli badana jest próbka z tchawiczo-oskrzelowej popłuczyny, to PCR prawidłowo wykrywa ponad 80% eksperymentalnie zakażonych wymienionym drobnoustrojem świń.

            Pojęcie swoistości odnosi się do testu, który poprawnie identyfikuje niezakażone świnie jako rzeczywiście negatywne, a zakażone jako rzeczywiście pozytywne. Test z 90%-ową swoistością prawidłowo klasyfikuje 90% niezakażonych świń jako negatywne i 10% świń jako zakażone (fałszywie pozytywne).

            Fałszywie pozytywny wynik może być związany z podobieństwem antygenowym lub innymi właściwościami (np. DNA) czynnika wywołującego chorobę i innych gatunków drobnoustrojów wywołujących inne choroby niż ta, o którą chodzi. Niejednokrotnie badając próbki z migdałków świń przy użyciu PCR w kierunku Actinobacillus pleuropneumoniae (App) uzyskiwano, obok wyników trafnych, również fałszywie dodatnie wskazujące na występowanie A. suis, A. minor, A. equuli, A. lignieresi, A. porcitonsillarum, Streptococcus suis i Haemophilus parasuis. Na podstawie badań wykonywanych w swoim czasie, między innymi w Instytucie Weterynarii w Puławach, można wręcz stwierdzić, że ze względu na obecność w migdałkach wielu różnych patogenów, co jest zjawiskiem typowym, ten materiał biologiczny nie nadaje się do badań w kierunku App. Badając zeskrobiny z migdałków w kierunku App testem PCR otrzymywano zawsze wyniki ujemne. Badając zaś płuca tych samych świń w tym samym kierunku w około 50% uzyskiwano rezultaty dodatnie. Powyższe wskazuje jak ważny z omawianego punktu widzenia jest dobór materiału do badań.

Niewdzięcznym materiałem do badań serologicznych w kierunku brucelozy świń jest surowica krwi. Nierzadko próby dają wynik dodatni w kierunku brucelozy, czego przyczyną w niektórych przypadkach może być Yersinia spp., a nie brucelle.

Strategia DIVA

W zwalczaniu wielu chorób zakaźnych niezwykle ważną, z epidemiologicznego punktu widzenia, rolę odgrywa możliwość serologicznego odróżnienia zwierząt szczepionych od zakażonych. W tym celu opracowane zostały testy, które umożliwiają odróżnienie przeciwciał indukowanych w organizmie immunizowanego zwierzęcia przez wirus szczepionkowy specjalnie w tym celu genetycznie modyfikowany od przeciwciał wytworzonych pod wpływem terenowego wirusa zjadliwego. Powyższe określane jest jako strategia DIVA (Differentiation of Infected from Vaccinated Animals). Wykorzystywanie strategii DIVA umożliwia prowadzenie szczepień, które z reguły zasadniczo ograniczają siewstwo wirusa i ilość wirusa w stadzie oraz eliminację zwierząt zainfekowanych. Osobniki zainfekowane szczepem terenowym można serologicznie odróżnić od niezakażonych, ale szczepionych. Można też odróżnić świnie szczepione i mimo to zakażone od zwierząt niezainfekowanych. Dzięki temu można ze stada szczepionego eliminować stopniowo wszystkie zwierzęta zakażone i pozostawiać w nim tylko osobniki zaszczepione i niezainfekowane. Technikę DIVA z powodzeniem wykorzystuje się między innymi w zwalczaniu choroby Aujeszkyego. Możliwe jest wykorzystanie tej metody także w przypadku zwalczania klasycznego pomoru świń. U bydła metodę tę wykorzystuje się w zwalczaniu IBR-IPV i BVD – MD.

Diagnostyka laboratoryjna chorób wywołanych przez drobnoustroje warunkowo chorobotwórcze

Choroby świń wywołane przez warunkowo chorobotwórcze drobnoustroje, np. kolibakteriozę, a w tym chorobę obrzękową, stanowią pewien problem w diagnostyce laboratoryjnej w tym sensie, że 100% zwierząt w stadzie może być ich nosicielami np. szczepu Escherichia coli serogrupy 0138 lub 0139, a mimo to żadne zwierzę nie zachorowuje w jednym przypadku. W drugim, identycznym w sensie nosicielstwa takich drobnoustrojów, zachorowuje na kolibakteriozę świń, w tym na chorobę obrzękową, znaczny ich odsetek. Trudno wtedy mówić o czułości i swoistości testu, który wykrywać może wszystkie zwierzęta zakażone, a mimo to nie ma to znaczenia w aspekcie wystąpienia choroby.

Ograniczenia diagnostyki laboratoryjnej

Negatywny wynik badania próbek niekoniecznie wyklucza obecność patogenu jako przyczyny choroby. Ma to miejsce zwłaszcza wtedy, kiedy zastosowany test cechuje się niskiego stopnia czułością i swoistością. Fałszywie ujemne wyniki, jak niewykazanie czynnika wirusowego lub bakteryjnego, mimo że występuje w organizmie świni, mogą mieć miejsce z różnych powodów. Są nimi nierównomierna koncentracja, a nawet brak w badanych próbkach czynnika chorobowego. Długi okres trwania choroby może prowadzić do zmniejszenia ilości bakterii lub wirusów poniżej granicy wykrywalności użytego testu. To samo może dotyczyć wykrywania swoistych przeciwciał. Wykorzystywany test może uwzględniać identyfikację wyłącznie określonej grupy szczepów danego gatunku drobnoustroju. Dla przykładu ma to miejsce w diagnostyce serologicznej pleuropneumonii. W tym przypadku dostępne są testy serologiczne pozwalające na wykrycie poszczególnych serotypów App. Zastosowanie testu przeznaczonego do wykrywania serotypu 13 nie pozwoli na wykrycie serotypu 5 App. Warunki, w których pobierano, przesyłano lub przetrzymywano próbki do badań też mogą odegrać istotną rolę w formułowaniu błędnych wyników. Przykładowo, niewłaściwe pobranie próbki, wysoka temperatura, w której ją transportowano do laboratorium, zbyt długi czas od pobrania do wykonania próby mogą mieć znaczenie decydujące.

Identyfikacja ważnych diagnostycznie odcinków DNA możliwa jest nawet po bardzo długim okresie od pobrania próbek. Jednakże fałszywie negatywne wyniki w przypadku próbek z kału, przy zastosowaniu PCR, w kierunku różnych jelitowych patogenów, mogą być uzyskane bezpośrednio po pobraniu materiału do badań. Przyczyną fałszywie ujemnych wyników PCR mogą być w tym przypadku hamujące substancje występujące w kale. Fałszywie ujemne wyniki infekcji bakteryjnych mogą występować, jeśli materiał biologiczny pobrano od świń leczonych antybiotykami. W przypadku badań bakteriologicznych zdarza się to także, gdy próbki z różnych powodów poddano procesowi sterylizacji.

            Najczęstszą przyczyną wyników fałszywie ujemnych są błędy popełniane w trakcie pobierania próbek (źle pobrane wymazy z nosa, zbyt późno pobrane próbki od padłych zwierząt, wybór niewłaściwych osobników do próbkobrania itp.). Przede wszystkim pracownicy laboratoriów, ale także lekarze praktycy powinni zdawać sobie sprawę, że pomimo wielu zabezpieczeń mogą zdarzyć się „seryjne” fałszywie dodatnie wyniki w teście PCR. Problem ten pojawia się wtedy, gdy dojdzie do kontaminacji (zanieczyszczenia laboratorium) materiałem genetycznym (DNA), który poszukujemy.

Warto pamiętać, że wyniki badań laboratoryjnych mogą być ważnym dowodem niewystępowania lub eradykacji danego czynnika chorobotwórczego ze stada.

Podsumowanie

W podsumowaniu warto podkreślić, że warunkami determinującymi przydatność badań laboratoryjnych w praktyce jest wysoka kompetencja wykonujących badania specjalistów, właściwe wyposażenie laboratoriów oraz profesjonalizm zlecających badania lekarzy praktyków czy też lekarzy weterynarii z inspekcji weterynaryjnej. Należy mieć świadomość, że tak jak to ma miejsce w każdej dziedzinie, także w odniesieniu do laboratoriów zasadne jest korzystanie z tych, które cieszą się szczególnym zaufaniem, na które pracuje się latami.

WETERYNARIA

Artykuł promocyjny

Wrzody żołądka u tuczników – narastające wyzwanie w intensywnej produkcji

Coraz częściej pojawiają się tam, gdzie każdy dodatkowy kilogram przyrostu ma znaczenie. Wrzody żołądka u tuczników to cichy, ale groźny przeciwnik – potrafi wpłynąć na zdrowie całego stada, a w efekcie na opłacalność produkcji. Jak sobie z nim poradzić?

W ostatnich latach schorzenie to stało się istotnym problemem, dotykającym coraz większej liczby ferm trzody chlewnej, szczególnie w intensywnych i integracyjnych systemach chowu. Wrzody mogą pojawić się u kilku, kilkunastu procent zwierząt w jednym stadzie, prowadząc do poważnych strat ekonomicznych. Tuczniki dotknięte wrzodami często wykazują wolniejsze przyrosty masy ciała, a w skrajnych przypadkach nagłe upadki, co generuje bezpośrednie straty finansowe. Wszystko to sprawia, że problem wymaga wzmożonej uwagi zarówno ze strony hodowców, żywieniowców, jak i lekarzy weterynarii.

 Wrzody żołądka u tuczników – narastające wyzwanie w intensywnej produkcji

Objawy kliniczne wrzodów żołądka są stosunkowo łatwe do rozpoznania – zwierzęta wykazują zmniejszenie apetytu, bladość skóry i błon śluzowych, ciemny, smolisty kał oraz pogorszenie kondycji, a następnie nagłe upadki. – Jeśli hodowca nie zareaguje w odpowiednim momencie, problem może narastać błyskawicznie, rozprzestrzeniając się w stadzie – tłumaczy lek. wet. Leszek Dzieńkowski.

Przyczyny powstawania wrzodów żołądka u tuczników są złożone i wynikają z kombinacji czynników środowiskowych, żywieniowych i zdrowotnych. Jednym z kluczowych czynników jest jakość paszy. Tuczniki, będące zwierzętami o szybkim tempie wzrostu, są żywione paszami wysokoenergetycznymi, często o bardzo drobnej strukturze. Frakcja paszy o rozmiarze poniżej 500 mikronów uszkadza delikatną błonę śluzową żołądka, co zwiększa ryzyko nadżerek i wrzodów. Niedobór włókna dodatkowo osłabia naturalną barierę ochronną, a zła jakość tłuszczów i nadmiar mikroelementów (żelaza, miedzi czy cynku) zakwaszają treść pokarmową, czyniąc środowisko jeszcze bardziej agresywnym.

Stres, nieodłączny element intensywnych systemów chowu, potęguje problem. – Przegęszczenie, hałas, niepokój, częste zmiany w stadzie czy brak dostępu do paszy wywołują wzrost poziomu kortykosteroidów, zaburzając równowagę fizjologiczną i zwiększając wydzielanie kwasu solnego w żołądku, co z kolei prowadzi do uszkodzeń śluzówki – mówi lekarz weterynarii. Znaczącą rolę odgrywają też czynniki zdrowotne. Infekcje, zwłaszcza Helicobacter pylori, uszkadzają błonę śluzową i sprzyjają powstawaniu wrzodów. Niedobory witaminy E i selenu, kluczowych w procesach regeneracji tkanek i ochrony przed stresem oksydacyjnym, zwiększają podatność żołądka na uszkodzenia. Na występowanie wrzodów ma również wpływ niedobór witaminy K, niezbędnej dla prawidłowego krzepnięcia krwi i ograniczania krwawień z nadżerek.

Wrzody żołądka wpływają niekorzystnie na wydajność produkcyjną. Wolniejsze przyrosty masy ciała to wydłużony czas tuczu, wyższe koszty żywienia, większe ryzyko wystąpienia innych chorób i ogólny spadek opłacalności produkcji. W obliczu tych zagrożeń niezbędne jest wdrożenie skutecznych działań profilaktycznych. Na pierwszy plan wysuwa się optymalizacja struktury paszy. – W przypadku granulowanych mieszanek należy zadbać o właściwą frakcję cząstek – niektóre surowce, takie jak mąka pełniąca funkcję kleju, mogą w nadmiarze sprzyjać uszkodzeniom śluzówki. Czasem lepszym rozwiązaniem okazuje się przejście z paszy granulowanej na sypką, aby ograniczyć problem nadżerek. Wzbogacenie diety o włókno, zapewnienie odpowiedniej ilości białka oraz suplementacja witaminy E, selenu i witaminy K wspomagają regenerację śluzówki i łagodzą skutki kwasowego odczynu treści żołądkowej – radzi Leszek Dzieńkowski.

Minimalizacja stresu jest kolejnym istotnym elementem profilaktyki. Zapewnienie przestronnych kojców, ograniczenie hałasu, unikanie gwałtownych zmian w stadzie czy regularne dostarczanie paszy zapobiegają wywoływaniu reakcji stresowych. Wzmocniona profilaktyka jest konieczna także wtedy, gdy wiadomo, że genetyka tuczników sprzyja powstawaniu wrzodów lub gdy stado jest zagrożone innymi chorobami, np. cirkowirozą, a zwierzęta nie zostały zaszczepione.

W tym kontekście warto sięgnąć po nowoczesne preparaty, takie jak WRZODEX Premium. Ten bioaktywny środek tworzy na błonie śluzowej ochronną warstwę zapobiegającą dalszym uszkodzeniom. Jego receptura oparta jest na ekstraktach ziołowych, organicznym cynku i kwasie hialuronowym. Siemię lniane i korzeń prawoślazu działają kojąco, łagodząc podrażnienia i przyspieszając regenerację. Kozieradka i lukrecja wspomagają procesy trawienne oraz wykazują działanie przeciwbakteryjne, szczególnie względem Helicobacter pylori, podobnie jak aldehyd cynamonowy, który jest bardzo skuteczny przeciwko tej bakterii. Cynk ogranicza nadmierne wydzielanie kwasu solnego, a kwas hialuronowy dodatkowo powleka śluzówkę, zapewniając jej ochronę przed kwasem żołądkowym.

W zależności od sytuacji WRZODEX Premium można stosować interwencyjnie lub profilaktycznie. – W ostrej fazie wrzodów dawka wynosi 1 litr na 1000 litrów wody przez 3-5 dni, co pomaga zatrzymać rozwój choroby. Jeśli genetyka tuczników wskazuje na wysoką podatność na wrzody, warto wdrożyć profilaktykę pulsacyjną, podając 0,5 litra na 1000 litrów wody przez 3-5 dni w krytycznych momentach, np. przy masie zwierząt około 50 i 70 kg. Szczególną czujność warto zachować podczas sytuacji stresowych i po przebytych chorobach, takich jak APP, aby nie dopuścić do pojawienia się wrzodów – tłumaczy specjalista.

Działania profilaktyczne powinny iść w parze z eliminacją przyczyn problemu. Stosowanie WRZODEX Premium to ważny element kompleksowego podejścia, które obejmuje również optymalizację struktury i jakości paszy, zapewnienie odpowiednich warunków środowiskowych oraz dbałość o profil szczepień. Im wcześniej zidentyfikujemy zagrożenie i wdrożymy odpowiednie środki, tym większa szansa na uniknięcie strat i zapewnienie lepszego dobrostanu zwierzętom.

Choroba obrzękowa świń: aktualne dane na temat etiologii i zwalczania

Liczne opracowania na temat chorób zwierząt gospodarskich, w tym świń, wywołanych przez pałeczkę okrężnicy, Escherichia (E.) coli, opublikowano w latach czterdziestych i pięćdziesiątych XX wieku. W Polsce jej pierwsze przypadki zostały stwierdzone w 1955 r. przez pracowników Państwowego Instytutu Weterynaryjnego w Puławach.

Choroba obrzękowa (Edema disease – ED) świń w latach 60. i 70. stanowiła znaczącą przyczynę strat w produkcji trzody chlewnej. Następnie w wyniku wprowadzonych do praktyki korekt w żywieniu i chowie występowanie tej choroby zmniejszyło się. Jednakże od kilku lat obserwuje się ponowny wzrost zachorowań, tak w kraju jak i za granicą. Mając to na względzie oraz biorąc pod uwagę postęp w badaniach naukowych nad mechanizmami chorobotwórczości E. coli oraz immunoprofilaktyką ED za celowe uznano przedstawienie niniejszego problemu.

Etiologia i patogeneza

Choroba obrzękowa świń jest toksemią, wywołaną przez egzotoksynę zdefiniowanych szczepów E. coli, która wytwarzana jest przez nie w jelicie czczym i biodrowym. W jelitach E. coli łączy się, dzięki posiadanym fimbriom, zwłaszcza F18ab, z odpowiednimi receptorami, kodowanymi m.in. przez gen FUT (Fukozyltransferaza). Receptory te zlokalizowane są głównie w enterocytach kosmków jelitowych. Po adhezji za pośrednictwem fimbrii, toksynotwórcze E. coli rozmnażają się, kolonizując określony odcinek jelita i wytwarzając toksyny, które są kluczowymi czynnikami wirulencji odpowiedzialnymi za wywoływanie m.in. ED. W przypadku choroby obrzękowej werotoksyny (VT), określane również jako toksyny shiga (STx), po wniknięciu do krwi są przyczyną powstawania w wybranych tkankach obrzęków. Są one efektem uszkodzenia przez toksyny włosowatych naczyń krwionośnych i erytrocytów. Obrzęki uwidaczniają się na powiekach oczu i w podskórzu głowy prosięcia. Sekcyjnie zauważa się je w tkankach śluzówki i podśluzówki żołądka, jelita cienkiego i okrężnicy oraz w ścianie woreczka żółciowego.

Wyróżnia się kilka patotypów E. coli, których wirotypy wywołują różne postacie kolibakteriozy. Do najważniejszych u świń należą E. coli zaliczone do patotypu ETEC, którego przedstawiciele wywołują biegunkę prosiąt osesków lub biegunkę prosiąt po odsadzeniu. Szczepy E. coli powodujące wystąpienie ED zostały zaliczone do patotypu STEC (Shiga toxin E. coli), czyli drobnoustrojów wytwarzających patogenetycznie ważną shigatoksynę, zwaną też synonimowo werotoksyną. Pierwsze określenie łączy się z dużego stopnia podobieństwem struktury toksyny E. coli ze strukturą toksyny Shigella dysenteriae, a drugie z jej efektem letalnym w stosunku do hodowli komórkowej komórek Vero. Szczepy wywołujące chorobę obrzękową świń nazywane są też EDEC (Edema Disease E. coli).

Czynnikami chorobotwórczości należących do patotypu STEC szczepów E. coli są: shiga toksyna (Stx) o symbolu Stx2e (też określana jako VT2e) oraz fimbrie F18ab, zawierające swoisty antygen fimbrialny. Większość istotnych w wywoływaniu ED szczepów dodatkowo charakteryzuje się obecnością antygenu grupowego O138 lub O139; u pozostałych wykazano antygen grupowy O141 lub O147.

W patogenezie ED, obok fimbrii F18ab i shigatoksyny Stx2e, nieodzowne są występujące na enterocytach, wspomniane swoiste dla fimbrii receptory, z którymi fimbrie łączą się, po czym następuje kolonizacja jelit cienkich przez E. coli i wytwarzanie shigatoksyny Stx2e. U prosiąt nieposiadających odpowiednich genów, jak zwłaszcza wspomnianego genu FUT1, kodującego wytwarzanie stosownych dla fimbrii F18ab receptorów, nie występuje wrażliwość na szczepy E. coli wywołujące ED, czyli choroba ta nie rozwija się, mimo obecności szczepów patotypu STEC. Co ciekawe, nie można też wywołać jej eksperymentalnie. Selekcja genetyczna w kierunku uzyskania linii genetycznej świń, w tym prosiąt, opornych na ED niestety nie znajduje, jak dotychczas, praktycznego zastosowania. Zagadnienie uzyskania populacji, w której wszystkie prosięta czy nawet przeważająca ich liczba nie wytwarzają receptorów dla ważnych patogenetycznie fimbrii, wydaje się być bardziej złożone i wymaga dalszych badań.

W ramach badań nad uzyskaniem szczepionki opracowano test polimerazowej reakcji łańcuchowej (novel multiplex polymerase chain reaction) do wykrywania fimbrii F18ab oraz fimbrii F18ac. Dwie wymienione odmiany – F18ab i F18ac można też identyfikować i odróżniać metodami serologicznymi. Występują one odpowiednio częściej u szczepów o różnych antygenach O. Fimbrie F18ab stwierdzano stosunkowo często w szczepach patotypu STEC z antygenem O138 lub O139. Fimbrie F18ac diagnozowane są z reguły u szczepów patotypu ETEC, czyli enterotoksycznych E. coli, w tym serogrup O141, O147, O149 i O157. Szczepy te uczestniczą w wywoływaniu biegunek prosiąt osesków i prosiąt po odsadzeniu od loch (postweaning diarrhea).

Profilaktyka swoista

Wobec nie w pełni zadowalającej skuteczności w ograniczaniu występowania ED za pomocą zmiany sposobu chowu świń, żywienia oraz wspomnianej selekcji genetycznej linii świń opornych na ED, jak też w związku z koniecznością ograniczenia stosowania antybiotyków w produkcji zwierzęcej od lat podejmowane są próby opracowania szczepionki przeciw ED. Niestety, przez wiele dziesięcioleci, mimo prowadzonych w wielu laboratoriach prób opracowana skutecznej szczepionki przeciwko tej chorobie, nie uzyskano w tym zakresie pozytywnego efektu, zarówno w skali Polski, Europy, a nawet świata. Z tego powodu, między innymi w Polsce, z braku możliwości czynnej immunoprofilaktyki ED stosowano w jej leczeniu surowicę odpornościową Oedemin. Czyniono to stosunkowo rzadko, z powodu wysokich kosztów leczenia.

W nawiązaniu do wcześniej przedstawionej patogenezy ED i znaczenia F18ab w etiologii procesu chorobowego – szczepionka przeciw tej chorobie powinna zawierać immunogeny tego rodzaju fimbrii. Tylko w takim przypadku wytwarzane mogą być swoiste przeciwciała, które przeciwdziałają adhezji toksynotwórczych szczepów E. coli do adekwatnych receptorów enterocytów jelit. To samo odnosi się do immunoprofilaktyki biegunek prosiąt osesków i prosiąt po odsadzeniu od loch, wywołanych przez wirotypy patotypu ETEC, kiedy ważnym immunogenem jest F18ac w przypadku biegunki poodsadzeniowej lub inne fimbrie np. F4, w przypadku biegunki prosiąt osesków.

W prowadzonych między innymi w Polsce badaniach wykazano, że w odniesieniu do fimbrii F18ab i F18ac występuje odporność krzyżowa. Brak F18ab, przy obecności F18ac w szczepionce przeciw ED determinuje niższą skuteczność uodporniania przeciw ED.

W swoistej profilaktyce kolibakteriozy, wywołanej przez szczepy patotypu ETEC, jest odwrotnie, gdyż inne fimbrie odgrywają rolę w patogenezie tej postaci kolibakteriozy.

W przypadku jednoczesnej profilaktyki ED i biegunki poodsadzeniowej wywoływanej przez szczepy ETEC, szczepionka podawana lochom powinna zawierać oba wymienione immunogeny fimbrialne.

Stwierdzono, że skuteczność szczepionki przeciw ED zależy też od obecności w niej toksoidu STx2e. Doświadczalnie wykazano, że prosięta, które przeżyły ED, posiadały przeciwciała reagujące w teście ELISA swoiście z antygenami Stx2e. Kolejne prace nad szczepionką przeciw ED, przy użyciu w różny sposób opracowanego toksoidu Stx2e potwierdziły, że tego rodzaju preparat zapewniał najlepsze rezultaty w zapobieganiu ED. Wyrażało się to znaczącym obniżeniem występowania choroby, zmniejszoną śmiertelnością oraz utrzymaniem normalnych dziennych przyrostów m.c. u odchowywanych prosiąt. Eksperymentalna szczepionka z toksoidem Stx2e w dużym stopniu eliminowała śmiertelność z powodu ED.

Potwierdzono powyższe dane stosując doświadczalną szczepionkę z toksoidem Stx2e u loch w celu biernego uodpornienia prosiąt. Podany ciężarnym lochom preparat prowadził do powstania swoistych przeciwciał siarowych chroniących częściowo prosięta przed pojawieniem się objawów klinicznych i padnięć. Odporność bierna – siarowa utrzymywała się stosunkowo krótko i tylko niewielki odsetek prosiąt odsadzonych urodzonych przez immunizowane matki był chroniony przed chorobą obrzękową. Po wielu próbach uznano, że niemożliwe jest, jak na razie, opracowanie i wdrożenie do wielkoseryjnej produkcji szczepionki przeciwko ED, która mogłaby być stosowana u loch w celu biernego uodporniania prosiąt.

Od stosunkowo niedawna dostępne są w UE dwie szczepionki przeciwko ED przeznaczone do czynnego uodporniania prosiąt. Pierwszą zarejestrowaną w krajach UE, w tym w Polsce, szczepionką była opracowana w laboratoriach niemieckiej firmy IDT szczepionka Ecoporc Shiga IDT. Uzyskanie tego biopreparatu było możliwe dzięki zastosowaniu metod biologii molekularnej i zaawansowanej biotechnologii. Biopreparat ten zawiera w swoim składzie jako antygen toksoid STx2e wytwarzany przez szczepy E. coli posiadające fimbrie F18. Toksyna ta jest jednym z wariantów toksyn shiga (STx). Litera „e” w nazwie oznacza jej specyficzność wobec śródbłonka naczyń (ang. endothelial cells), co związane jest z uszkodzeniami naczyń krwionośnych i objawami klinicznymi choroby. Szczepy te zazwyczaj należą do grupy tzw. werotoksycznych (VTEC) E. coli. Biopreparat przeznaczony jest do jednokrotnego parenteralnego szczepienia prosiąt w wieku od 4. dnia życia począwszy. Początek odporności poszczepiennej przeciwko ED ma miejsce po około 21. dniach od aplikacji szczepionki oseskom. Eksperymentalnie ustalono, że odporność na infekcję utrzymuje się przez około 110 dni. Wysoce korzystny brak interferencji między przeciwciałami swoistymi dla STx2e, indukowanymi poprzez szczepienie prosiąt biopreparatem zawierającym ten toksoid a swoistymi przeciwciałami biernymi, które powinny znajdować się w siarze loch przebywających w środowisku, w którym są E. coli z antygenem F18 związany jest z faktem zanikania receptorów dla fimbrii F 18 u świń około 15. tygodnia życia. Oznacza to, że w związku z brakiem swoistego dla F18 receptora lochy nie mogą zakazić się szczepami E. coli z fimbriami F 18. W konsekwencji nie wytwarzają przeciwciał swoistych przeciwko shigatoksynie STx2d. Warto pamiętać, że w związku z zanikiem tego receptora u świń w wieku około 15. tygodnia życia nie powinniśmy podejrzewać choroby obrzękowej u świń powyżej tego wieku.

Jak wspomniano, szczepionka opracowana została i była produkowana przez niemiecką firmę IDT. Obecnie producentem tej szczepionki jest firma CEVA, a jej nazwa to ECOPORC SHIGA. Zgodnie z danymi pochodzącymi z badań doświadczalnych, jak i obserwacji terenowych, biopreparat ten obniża znacząco zachorowania i zejścia śmiertelne, powodowane wystąpieniem ED. Jedne z pierwszych wyników badań ogłoszone w ogólnodostępnym piśmiennictwie (Bastert i wsp.) wykazały, że jest on nieszkodliwy i skuteczny, przyczyniając się do zmniejszania, w porównaniu do grupy kontrolnej prosiąt, zachorowań i padnięć. Dane w zasadzie ze wszystkich doniesień poświęconych ocenie efektywności stosowania omawianego biopreparatu jednoznacznie wskazują, że dzięki szczepieniom w stopniu istotnym ograniczone zostają straty związane z umieralnością z powodu ED. Znaczące są również przyrosty masy ciała prosiąt szczepionych oraz konwersja paszy. Korzystny jest też tak zwany współczynnik zwrotu (ROI – return of investment). Oznacza to, że inwestycja, jaką jest wprowadzenie immunoprofilaktyki ED jest opłacalna.

Drugim biopreparatem przeznaczonym do uodporniania świń przeciwko ED jest hiszpański biopreparat Vepured (prod. Hipra). Antygenem w szczepionce zamiast zmodyfikowanej bakterii E. coli jest rekombinowana shigatoksyna VT2e (STx2e). Warto w tym miejscu wyjaśnić, że Toksyna VT2e oraz toksyna STx2d są różnymi wariantami toksyny shiga. Toksyny te różnią się specyfiką działania, receptorami docelowymi oraz właściwościami patogennymi. VT2e jest główną toksyną odpowiedzialną za wywoływanie choroby obrzękowej. Toksyna ta produkowana jest przez werotoksyczne szczepy E. coli występujące u zwierząt gospodarskich. Dzięki zastosowaniu inżynierii molekularnej dokonano zamiany w kolejności sekwencji dwóch aminokwasów w shigatoksynie VT2e. Pozbawiło to shigatoksynę VT2e toksyczności. Zmiana ta nie miała wpływu na właściwości immunogenne toksyny. Z tego względu rekombinowane białko shigatoksyny zawarte w szczepionce jako antygen, po wprowadzeniu do organizmu zwierzęcia indukuje odpowiedź immunologiczną analogiczną do tej, jaka powstaje po infekcji zwierzęcia z naturalną shigatoksyną.

Odnośnie prawdopodobnej interferencji pomiędzy prze­ciwciałami swoistymi indukowanymi u prosiąt poprzez aplikację szczepionki a swoistymi przeciwciałami matczynymi stosowne badania przeprowadzone przez firmę udowodniły, że Vepured jest równie skuteczny w przypadku braku swoistych przeciwciał w siarze matek, jak i w sytuacji, gdy te przeciwciała są tam obecne. Producent podaje, że biopreparat może być podawany oseskom już od drugiego dnia życia w formie pojedynczej iniekcji. Zgodnie z zaleceniami wystarczające jest jednokrotne podanie bioprepratu.

Podobnie jak w przypadku szczepionki Ecoporc Shiga, opinie zdecydowanej większości praktyków dotyczące zasadności prowadzenia szczepień tym biopreparatem są pozytywne. Warto dodać, że prowadzenie szczepień przeciwko ED ogranicza w znacznym stopniu straty związane z niedocenianą, ale nierzadko występującą subkliniczną postacią ED.

Mimo zaprezentowanej pozytywnej oceny szczepionek ECOPORC SHIGA i Vepured należy zdawać sobie sprawę z faktu, że zasadniczą przyczyną ujawnienia się ED u odsadzonych prosiąt są błędy organizacyjne. Są one związane przede wszystkim z niewłaściwym, w aspekcie jakościowym i ilościowym, żywieniem prosiąt w okresie okołoodsadzeniowym.  W tym czasie należy zwracać szczególną uwagę na wykorzystywanie w paszy łatwo strawnych węglowodanów i białek. Kluczowe jest dostarczenie odpowiednich ilości aminokwasów, zwłaszcza: lizyny, metioniny, treoniny i tryptofanu. Dużym błędem jest przekarmianie odsadzonych prosiąt. Stosowanie pasz o niższej zawartości białka przy jednoczesnym utrzymaniu akceptowalnej m.c. prosiąt (w wieku 75 dni na poziomie 30-33 kg) wymaga użycia surowców paszowych znacznie zwiększających wykorzystanie składników pokarmowych zawartych w paszy. Uzyskanie wspomnianego efektu jest możliwe poprzez stosowanie w żywieniu prosiąt wysoko strawnego białka fermentowanego. Ważne jest zadbanie, by w paszy dla prosiąt odsadzonych znajdowała się odpowiednia ilość włókna – około 4%. Poziom białka w paszy dla prosiąt odsadzonych nie powinien przekraczać 18%

Istotnym elementem nieswoistej profilaktyki ED jest odpowiednia dezynfekcja pomieszczeń, do których wprowadzamy odsadzone prosięta. Ważna jest także ochrona prosiąt przed stresami towarzyszącymi odsadzeniu. Ten element właściwego zarządzania często jest lekceważony. Zapomina się, że świnie, przede wszystkim młode, są niezwykle wrażliwe na stresy i związany z tym okresowy spadek odporności. Za nieodzowne uznać należy stosowanie w tym trudnym okresie życia prosiąt zakwaszaczy. W tym zakresie bardzo dobre efekty daje powszechnie znany w naszym kraju preparat Salmacid stosowany w ilości 0,5 do 1,0 na 1000 litrów wody.

Warto zauważyć, że aktualnie nie obserwuje się problemów z ED w chlewniach wielkotowarowych. Choroba stanowi problem przede wszystkim w małych gospodarstwach, co związane jest z nieprzestrzeganiem zasad chowu świń dotyczących procesu odsadzania prosiąt i opieki nad nimi w okresie poodsadzeniowym.